Emergența Candida auris în patologia nosocomială: Provocări în diagnosticul diferențial și managementul rezistenței antifungice

1. Introducere
Candida auris — recent reclasificată ca Candidozyma auris— este o levură patogenă care, în mai puțin de două decenii de la prima sa izolare, a obținut distincția rară de a fi desemnată patogen de prioritate critică atât de OMS, cât și de CDC.1,2 Aceasta provoacă infecții invazive grave cu rate de mortalitate cuprinse între 30% și 72%, predominant la pacienții imunocompromiși și critic bolnavi din unitățile de terapie intensivă (UTI).3
Ceea ce distinge C. auris de majoritatea speciilor de Candida cu importanță medicală este o convergență de proprietăți care complică unic managementul clinic: rezistență intrinsecă și dobândită la multiple clase de antifungice, colonizarea cutanată persistentă care permite transmiterea nosocomială inter-pacienți, persistența în mediu pe suprafețe abiotice și echipamente medicale timp de săptămâni, și în mod critic identificarea eronată în mod sistematic prin metodele diagnostice convenționale.4,5

2. Epidemiologie
Tabloul epidemiologic al C. auris în Europa s-a transformat rapid în ultimul deceniu, de la câteva cazuri importate la o situație de endemicitate regională în multiple țări. Ancheta ECDC din 2024 oferă cea mai clară imagine privind răspândirea în Europa.
Între 2013 și 2023, un total de 4.012 cazuri de colonizare sau infecție cu C. auris au fost raportate în țările UE/SEE.7 Cele cinci țări cu cea mai mare povară a cazurilor au fost Spania, Grecia, Italia, România și Germania.7,8

2.2 Date privind România
România figurează în prezent printre țările cu endemicitate regională stabilită. O contribuție semnificativă la caracterizarea moleculară a tulpinilor circulante provine din studiul lui Surleac și colaboratori (2025), care a realizat prima analiză clinică și moleculară cuprinzătoare a izolatelor de Candidozyma auris din România, colectate în perioada 2022–2023.34 Studiul a identificat predominanța Cladei I (Sud-Asiatice) în rândul tulpinilor din România cu un profil de rezistență concordant cu datele europene — rezistență ridicată la fluconazol (>90% din izolate), rezistență variabilă la echinocandine și susceptibilitate relativă la amfotericină B.

3. Mecanisme de Rezistență la Antifungice
Rezistența multidrog a C. auris este rezultatul unei convergențe de strategii moleculare care protejează colectiv organismul față de toate clasele majore de medicamente antifungice.11

3.1 Rezistența la Azoli
Rezistența la azoli — predominant față de fluconazol — este cel mai prevalent fenotip de rezistență epidemiologic dominant în C. auris, cu aproximativ 90% din izolatele clinice rezistente în cohortele de supraveghere.12 Datele obtinute din caracterizarea izolatelor din România confirmă această prevalență ridicată, tulpinile din studiul Surleac et al. prezentând în principal mutații ERG11 Y132F și K143R ca mecanisme de rezistență la azoli34 . Într-o mai mică măsură dar deloc de neglijat rezistența la azoli apare și din cauza supraexpresiei pompelor de eflux, supraexpresia CDR1 producând rezistență pan-azolică, în timp ce supraexpresia MDR1 împreună cu mutațiile ERG11 Y132F/K143R rezultă în profiluri de rezistență mai înguste.16

3.2 Rezistența la Echinocandine
Echinocandinele — anidulafungina, micafungina și caspofungina — sunt recomandate în prezent ca tratament de primă linie pentru majoritatea infecțiilor invazive cu C. auris, ceea ce face rezistența la această clasă o problemă de urgență terapeutică directă. Mecanismul principal implică mutațiile hot-spot din FKS1 — în special la serina 639, generând variantele S639F și S639P asociate cu creșteri semnificative clinic ale CMI.15

3.3 Rezistența la Poliene (Amfotericina B)
Polienele acționează prin legarea ergosterolului din membrana celulară fungică, formând pori care perturbă integritatea membranei. Rezistența la C. auris apare în primul rând prin mutații în genele căii de biosinteză a ergosterolului — în special ERG3 și ERG6.20 Ratele de rezistență la amfotericina B raportate variază larg — de la 5% la 85% în funcție de regiune și metoda de testare.21

3.5 Rezistența mediată de biofilm
Formarea biofilmului reprezintă un mecanism de rezistență suplimentar de relevanță directă pentru interpretarea în laborator clinic. C. auris formează biofilme robuste pe dispozitivele medicale și pe pielea umană, iar organismele asociate biofilmului demonstrează CMI marcant crescute pentru toate clasele de antifungice comparativ cu celulele planctonice.22

4. Problema Identificării eronate și confuziei cu alte specii de Candida
C. auris nu poate fi distinsă fiabil de alte levuri exclusiv pe baza morfologiei, iar platformele comericale de identificare biochimică au rate de identificare eronată deosebit de ridicate.
Sistemele biochimice identifică cel mai frecvent C. auris ca Candida haemulonii, datorită similarității fenotipice.23 VITEK 2 (bioMérieux) — cel mai utilizat sistem automatizat de identificare a levurilor la nivel global — are un istoric bine documentat de identificare eronată a C. auris ca C. haemulonii atunci când baza de date de identificare a instrumentului nu este actualizată.24

4.1 Metode de identificare recomandate
4.2.1 Spectrometrie de Masă MALDI-TOF
Spectrometria de masă MALDI-TOF, cu o bază de date spectrală actualizată, este în prezent metoda de identificare cea mai fiabilă și practică pentru C. auris.
O aplicație emergentă este utilizarea MALDI-TOF pentru testarea rapidă a sensibilității la antifungice prin platforma MBT ASTRA (Bruker), cu date pilot arătând 100% sensitivitate pentru detectarea nesusceptibilității la echinocandine în 6 ore.26

4.1.2 Metode moleculare
PCR în timp real permite detectarea directă, independentă de cultură, a C. auris din probe clinice și tampoane de screening.25 Secvențierea genomului complet (WGS) oferă cea mai înaltă rezoluție pentru caracterizarea C. auris: permite atribuirea cladei, identificarea mutațiilor genelor de rezistență (ERG11, FKS1, ERG3, ERG6), gruparea filogenetică pentru investigarea focarelor și detectarea evenimentelor de transfer orizontal al genelor. Amplificarea izotermică mediată de buclă (LAMP) oferă o alternativă cu resurse reduse față de PCR pentru setările fără infrastructură termocicler.23

4.3 Screening și supraveghere
Screeningul activ al pacienților cu risc ridicat — în special al celor admiși în ATI sau din centre de îngrijire este esențial pentru detectarea și gestionarea focarelor. Se recomandă recoltarea tampoanelor axilare/inghinale combinate, care are cea mai înaltă sensitivitate pentru colonizarea cutanată. Mediile de cultură selective includ CHROMagar Candida Plus și Sabouraud Salt Dulcitol Broth. Incubarea la 42°C exploatează termotoleranța C. auris pentru a îmbunătăți selectivitatea. Orice colonii prezumtive trebuie confirmate prin MALDI-TOF sau PCR înainte de raportare.

4.4 Testarea sensibilității la ntifungice: metode comerciale și limitările lor
Provocarea centrală pentru laboratoarele care efectuează testarea sensibilității la antifungice (AST) pentru C. auris este că metodele comerciale disponibile pe scară largă au fost dezvoltate și validate pentru alte specii de Candida, iar o bună parte sunt inexacte cu consecințe clinice semnificative atunci când sunt aplicate la C. auris — în special pentru Amfotericina B și Fluconazol..

4.5 Punctele de ruptură EUCAST 2025 — Un Progres de Referință
În 2025, Subcomitetul EUCAST pentru Testarea Sensibilității la Antifungice (AFST) a publicat primele puncte de ruptură clinice oficiale pentru C. auris, rezolvând un deficit major clinic și de laborator.6 Metodologia a fost deosebit de riguroasă: un panel de 30 de izolate din 11 țări reprezentând 5 clade și 21 de genotipuri unice a fost testat în 5 laboratoare independente folosind metodologia E.Def 7.4, generând peste 100 de CMI non-clonale per antibiotic.

Concluzii
Candida auris confruntă laboratorul de microbiologie clinică cu o provocare care este simultan diagnostică, moleculară și epidemiologică. Identificarea sa sistematic greșită prin metodele convenționale poate perimite propagarea focarelor nedetectate; rezistența sa multidrog complică tratamentul; iar absența îndelungată a criteriilor validate de testare a sensibilității a lăsat laboratoarele fără un cadru interpretativ solid.

Referințe

1. World Health Organization. WHO Fungal Priority Pathogens List to Guide Research, Development and Public Health Action. Geneva: WHO; 2022. https://www.who.int/publications/i/item/9789240060241
2. Centers for Disease Control and Prevention. Antibiotic Resistance Threats in the United States, 2019. Atlanta: CDC; 2019. https://www.cdc.gov/antimicrobial-resistance/data-research/threats/index.html
3. Lockhart SR, Etienne KA, Vallabhaneni S, et al. Simultaneous emergence of multidrug-resistant Candida auris on 3 continents confirmed by whole-genome sequencing and epidemiological analyses. Clin Infect Dis. 2017;64(2):134-140. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/27988485/
4. Chowdhary A, Sharma C, Meis JF. Candida auris: a rapidly emerging cause of hospital-acquired multidrug-resistant fungal infections globally. PLoS Pathog. 2017;13(5):e1006290. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/28542486/
5. Hsu C, Yassin M. Diagnostic approaches for Candida auris: a comprehensive review of screening, identification, and susceptibility testing. Microorganisms. 2025;13(7):1461. https://pmc.ncbi.nlm.nih.gov/articles/PMC12298640/
6. Arendrup MC, Guinea J, Arikan-Akdagli S, et al; EUCAST AFST Subcommittee. How to interpret MICs of amphotericin B, echinocandins and flucytosine against Candida auris according to the newly established EUCAST breakpoints. Clin Microbiol Infect. 2026;32(1):56-61. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/40651666/
7. European Centre for Disease Prevention and Control. Survey on the Epidemiological Situation, Laboratory Capacity and Preparedness for Candidozyma (Candida) auris, 2024. Stockholm: ECDC; 2025. https://www.ecdc.europa.eu/en/publications-data/survey-epidemiological-situation-laboratory-capacity-and-preparedness-candidozyma
8. ECDC. Drug-resistant fungus Candidozyma auris confirmed to spread rapidly in European hospitals: ECDC calls for urgent action. News release, September 2025. https://www.ecdc.europa.eu/en/news-events/drug-resistant-fungus-candidozyma-auris-confirmed-spread-rapidly-european-hospitals
9. AMR Insights. Survey on the Epidemiological Situation, Laboratory Capacity and Preparedness for Candidozyma (Candida) auris, 2024. Summary report. https://www.amr-insights.eu/survey-on-the-epidemiological-situation-laboratory-capacity-and-preparedness-for-candidozyma-candida-auris-2024/
10. CIDRAP. Multidrug-resistant yeast cases rising rapidly in Europe, survey shows. September 2025. https://www.cidrap.umn.edu/candida-auris/multidrug-resistant-yeast-cases-rising-rapidly-europe-survey-shows
11. Mohamed A, Yousfi M, Asadzadeh M, Ahmad S, Meis JF. Molecular characterization of multidrug resistant Candida auris in Egypt. Sci Rep. 2025;15:4917. https://www.nature.com/articles/s41598-025-88656-3
12. Chaabane F, Graf A, Jequier L, Coste AT. Review on antifungal resistance mechanisms in the emerging pathogen Candida auris. Front Microbiol. 2019;10:2788. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6896226/
13. Alkaabi S. Multidrug resistance mechanisms and therapeutic strategies in Candida auris. Int J Res Med Sci. 2025;13(8):3544-3552. https://www.msjonline.org/index.php/ijrms/article/view/15573
14. Li J, Coste AT, Liechti M, Bachmann D, Sanglard D, Lamoth F. Novel ERG11 and TAC1b mutations associated with azole resistance in Candida auris. Antimicrob Agents Chemother. 2021;65(5):e02663-20. https://pmc.ncbi.nlm.nih.gov/articles/PMC8092887/
15. Sears D, Colgrove R, Walker H, et al. Antifungal resistance in Candida auris: molecular determinants. Microorganisms. 2021;9(1):1-15. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC7558570/
16. Mayr EM, Sharma C, Bhakt P, et al. Functional expression of recombinant Candida auris proteins in Saccharomyces cerevisiae enables azole susceptibility evaluation and drug discovery. mBio. 2023;14(1):e0312222. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC9960696/
17. Lamoth F, Lockhart SR, Berkow EL, Calandra T. Changes in the epidemiological landscape of invasive candidiasis. J Antimicrob Chemother. 2018;73(suppl_1):i4-i13. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/29304213/
18. Ben-Ami R, Kontoyiannis DP. In vivo evolution of Candida auris multi-drug resistance in a patient receiving antifungal treatment. J Infect Dis. 2025;232(5):1203-1207. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/40463126/
19. Meletiadis J, Siopi M, Spruijtenburg B, et al. Candida auris fungaemia outbreak in a tertiary care academic hospital and emergence of a pan-echinocandin resistant isolate, Greece, 2021 to 2023. Euro Surveill. 2024;29(45):2400128. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC11544718/
20. Carolus H, Pierson S, Lagrou K, Van Dijck P. Amphotericin B and other polyenes — discovery, clinical use, mode of action and drug resistance. J Fungi. 2020;6(4):321. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/33255563/
21. Simon MS, Sfeir MM, Kaur M, et al. Detection of Candida auris. Ann Saudi Med. 2025;45(4):207-217. https://www.annsaudimed.net/doi/pdf/10.5144/0256-4947.2025.313
22. Kean R, Ramage G. Combined antifungal resistance and biofilm tolerance: the global threat of Candida auris. mSphere. 2019;4(4):e00458-19. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/31292228/
23. Jeffery-Smith A, Taori SK, Schelenz S, et al. Candida auris: a review of the literature. Clin Microbiol Rev. 2018;31(1):e00029-17. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/29142079/
24. Rudramurthy SM, Chakrabarti A, Paul RA, et al. Candida auris candidaemia in Indian ICUs: analysis of risk factors. J Antimicrob Chemother. 2017;72(6):1794-1801. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/28333219/
25. Borman AM, Szekely A, Johnson EM. Candida auris: diagnostic challenges and emerging opportunities for the clinical microbiology laboratory. Curr Fungal Infect Rep. 2021;15:148-156. https://link.springer.com/article/10.1007/s12281-021-00420-y
26. Vatanshenassan M, Boekhout T, Meis JF, et al. Candida auris identification and rapid antifungal susceptibility testing against echinocandins by MALDI-TOF MS. Front Cell Infect Microbiol. 2019;9:20. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6387932/
27. Pruthvi BC, Nagaraju R. Candida auris — comparison of Sensititre YeastOne and Vitek 2 AST systems for antifungal susceptibility testing. Indian J Med Microbiol. 2024;50:100650. https://www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/S0255085724000938
28. Escribano P, Munoz P, Vena A, et al. Head-to-head comparison of CLSI, EUCAST, Etest and VITEK 2 results for Candida auris susceptibility testing. Int J Antimicrob Agents. 2022;59(4):106554. https://www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/S0924857922000528
29. Asadzadeh M, Ahmad S, Alfouzan W, et al. Evaluation of Etest and MICRONAUT-AM assay for antifungal susceptibility testing of Candida auris. Antibiotics (Basel). 2024;13(9):840. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC11428412/
30. Arendrup MC, Lockhart SR, Wiederhold N. Candida auris MIC testing by EUCAST and CLSI broth microdilution, and gradient diffusion strips. Clin Microbiol Infect. 2025;31(1):108-112. https://pmc.ncbi.nlm.nih.gov/articles/PMC11931498/
31. EUCAST. EUCAST E.Def 7.4: EUCAST Antifungal MIC Method for Yeasts. October 2023. https://www.eucast.org/fileadmin/eucast/pdf/AFST/methodology/EUCAST_E.Def_7.4_Yeast_definitive_revised_2023.pdf
32. Siopi M, Meletiadis J, de Groot T, et al. Multicentre study for determination of epidemiological cut-off values for Candida auris with EUCAST broth microdilution reference methodology. J Antimicrob Chemother. 2025;80(9):2459-2466. https://academic.oup.com/jac/article-abstract/80/9/2459/8217003
33. Bidaud AL, Chowdhary A, Dannaoui E. Candida auris: an emerging drug resistant yeast — a mini-review. J Mycol Med. 2018;28(3):568-573. https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/30017335/
34. Surleac M, Stanciu AM, Florea D, Paraschiv S, Tălăpan D, Flonta M, Vasile CC, Popescu GA, Oțelea D. A clinical and molecular analysis of Candidozyma auris strains from Romania, 2022–2023. Microbiol Spectr. 2025;13:e02809-24. https://doi.org/10.1128/spectrum.02809-24